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<!DOCTYPE html>

<title>Patch-Clamp-Technik</title>

</head>

<h1 id="firstHeading" class="firstHeading mw-first-heading"><span class="mw-page-title-main">Patch-Clamp-Technik</span></h1>

</header>

</div>

<p>Die <b>Patch-Clamp-Technik</b> (<span style="font-style:normal;font-weight:normal"><a href="Englische_Sprache" title="Englische Sprache">englisch</a></span> <span lang="en-Latn" style="font-style:italic"><i>patch clamp technique</i></span>) ist eine Messmethode in der <a href="Elektrophysiologie" title="Elektrophysiologie">Elektrophysiologie</a>, mit der sich der Strom durch einzelne <a href="Ionenkanal" title="Ionenkanal">Ionenkanäle</a> in der <a href="Zellmembran" title="Zellmembran">Zellmembran</a> einer <a href="Zelle_(Biologie)" title="Zelle (Biologie)">Zelle</a> darstellen lässt, gemessen werden dabei Stromstärken von wenigen Picoampere (10<sup>−12</sup> <a href="Ampere" title="Ampere">Ampere</a>). Diese Technik wurde erstmals 1976 von <a href="Erwin_Neher" title="Erwin Neher">Erwin Neher</a> und <a href="Bert_Sakmann" title="Bert Sakmann">Bert Sakmann</a> beschrieben.<sup id="cite_ref-NEHSAK76_1-0" class="reference"><a href="#cite_note-NEHSAK76-1"><span class="cite-bracket">[</span>1<span class="cite-bracket">]</span></a></sup> Für ihre Arbeiten zur <i>Funktion einzelner zellulärer Ionenkanäle</i>, die sie mit dieser Technik durchgeführt hatten, wurden sie 1991 mit dem <a href="Nobelpreis_f%C3%BCr_Physiologie_oder_Medizin" title="Nobelpreis für Physiologie oder Medizin">Nobelpreis für Physiologie oder Medizin</a> ausgezeichnet<sup id="cite_ref-2" class="reference"><a href="#cite_note-2"><span class="cite-bracket">[</span>2<span class="cite-bracket">]</span></a></sup>. Durch die Möglichkeit, das elektrische Verhalten von <a href="Membranprotein" title="Membranprotein">Membranproteinen</a> an einzelnen <a href="Molek%C3%BCl" title="Molekül">Molekülen</a> zu beobachten, revolutionierte die Patch-Clamp-Technik die elektrophysiologische Forschung.

</p><p>Die Bezeichnung <i>Patch</i> bezieht sich auf den kleinen Membranausschnitt (engl. <i><span lang="en">patch</span></i>: Flicken) unter der Patch-Pipette, die zugleich als Messelektrode dient. Während der Messung wird der Membranpatch auf einem vorgegebenen <a href="Elektrostatik#Potential_und_Spannung" title="Elektrostatik">Potential</a> gehalten (engl. <i><span lang="en">to clamp</span></i>: befestigen, festklemmen). Abhängig davon, ob nach dem Aufsetzen der Patch-Pipette dieser Membranbereich aus der Zelle herausgelöst oder an der intakten Zelle gemessen wird, werden bestimmte Konfigurationen<sup id="cite_ref-HAMILL81_3-0" class="reference"><a href="#cite_note-HAMILL81-3"><span class="cite-bracket">[</span>3<span class="cite-bracket">]</span></a></sup> in der Patch-Clamp-Technik unterschieden.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Überblick"><span id=".C3.9Cberblick"></span>Überblick</h2></div>

<p>Die Patch-Clamp-Technik baut auf der Technik der Spannungsklemme auf (englisch <i><span lang="en">voltage clamp</span></i>; engl. <i><span lang="en">to clamp</span></i>: befestigen, festklemmen; engl. <i><span lang="en">voltage</span></i>: Spannung), die in den 1930er Jahren von <a href="Kenneth_Cole" class="mw-redirect" title="Kenneth Cole">Kenneth Cole</a> und H. J. Curtis<sup id="cite_ref-CURTIS79_4-0" class="reference"><a href="#cite_note-CURTIS79-4"><span class="cite-bracket">[</span>4<span class="cite-bracket">]</span></a></sup> zur Messung von Strömen an intakten Nervenzellen entwickelt wurde. Bei diesem Verfahren werden zwei Elektroden in die Zelle gestochen: eine dient dazu, eine Halte- oder Kommando-Spannung vorzugeben, während mit einer weiteren Elektrode die auftretenden Ströme über die Membran aufgezeichnet werden. Mittels dieser Technik wird die Summe aller Einzelströme durch die Zellmembran gemessen, die Auflösung einzelner Anteile ist nicht möglich.

</p>

<div class="hauptartikel" role="navigation"><span class="hauptartikel-pfeil" title="siehe" aria-hidden="true" role="presentation">→ </span><i><span class="hauptartikel-text">Hauptartikel</span>: <a href="Ionenkanal" title="Ionenkanal">Ionenkanal</a> und <a href="Membranpotential" title="Membranpotential">Membranpotential</a></i></div>

<p>Alle Zellen enthalten in der sie umgebenden <a href="Plasmamembran" class="mw-redirect" title="Plasmamembran">Plasmamembran</a> sogenannte <a href="Ionenkanal" title="Ionenkanal">Ionenkanäle</a> – Proteine, die für die Ionen gelöster <a href="Salze" title="Salze">Salze</a> wie Poren wirken können. Ionenkanäle finden sich ebenso in den Membranen im Inneren der Zelle, bei Pflanzen beispielsweise im <a href="Tonoplast" title="Tonoplast">Tonoplast</a> – der Membran, die die <a href="Zentralvakuole" class="mw-redirect" title="Zentralvakuole">Zentralvakuole</a> vom <a href="Cytoplasma" title="Cytoplasma">Cytoplasma</a> abgrenzt. Bei lebenden Zellen sind diese Ionen auf der Außen- und Innenseite der Zellmembran in ungleicher Konzentration vorhanden; diese Ungleichverteilung führt zu einer elektrischen Spannung über die Membran, dem <a href="Transmembranpotential" class="mw-redirect" title="Transmembranpotential">Transmembranpotential</a>. Ionenkanäle spielen eine wichtige Rolle sowohl für die Aufrechterhaltung des <a href="Ruhemembranpotential" title="Ruhemembranpotential">Ruhemembranpotentials</a> der Zelle als auch für mögliche Änderungen, die, wenn sie sprunghaft verlaufen, <a href="Aktionspotential" title="Aktionspotential">Aktionspotentiale</a> genannt werden. Aktionspotentiale dienen der Weiterleitung von elektrischen Impulsen im Organismus (beispielsweise bei der <a href="Erregungsleitung" title="Erregungsleitung">Erregungsleitung</a>). Das Ruhemembranpotential nimmt typischerweise Werte von etwa −70 <a href="Millivolt" class="mw-redirect" title="Millivolt">mV</a> für tierische und bis zu −200 <a href="Millivolt" class="mw-redirect" title="Millivolt">mV</a> bei pflanzlichen Zellen an.

</p><p>Da die Trägersubstanz von <a href="Biomembranen" class="mw-redirect" title="Biomembranen">Biomembranen</a>, die <a href="Lipiddoppelschicht" class="mw-redirect" title="Lipiddoppelschicht">Lipiddoppelschicht</a>, für Wasser und gelöste Ionen praktisch undurchlässig ist, wurde früh vermutet, dass eine <a href="Elektrolytische_Leitf%C3%A4higkeit" title="Elektrolytische Leitfähigkeit">Leitfähigkeitsänderung</a> nur durch Öffnen oder Schließen spezifischer Membranproteine, der Ionenkanäle, erreicht werden kann. Die beiden britischen Wissenschaftler <a href="Alan_Hodgkin" class="mw-redirect" title="Alan Hodgkin">Alan Hodgkin</a> und <a href="Andrew_Huxley" class="mw-redirect" title="Andrew Huxley">Andrew Huxley</a> entwickelten ein Modell, das das Vorhandensein spannungsabhängiger Tore (engl. <i><span lang="en">gates</span></i>), die sich nach dem <a href="Alles-oder-nichts-Prinzip" title="Alles-oder-nichts-Prinzip">Alles-oder-Nichts-Prinzip</a> vollständig öffnen oder schließen, in der Zellmembran vorhersagte. 1969 konnte für das bakterielle Membranprotein <a href="Gramicidin" class="mw-redirect" title="Gramicidin">Gramicidin A</a> diese Tor-Funktion erstmals nachgewiesen werden.<sup id="cite_ref-BEAN70_5-0" class="reference"><a href="#cite_note-BEAN70-5"><span class="cite-bracket">[</span>5<span class="cite-bracket">]</span></a></sup><sup id="cite_ref-HLADYHAYDON70_6-0" class="reference"><a href="#cite_note-HLADYHAYDON70-6"><span class="cite-bracket">[</span>6<span class="cite-bracket">]</span></a></sup>

</p><p>Mit Voltage-Clamp-Messungen war es jedoch nicht möglich, die molekularen Mechanismen dieser <i>Tore</i>, der Ionenkanäle, zu erforschen. Das Verfahren wurde in der Patch-Clamp-Technik wesentlich weiterentwickelt. Hier wird die Elektrode nicht mehr in die Zelle eingestochen, sondern unmittelbar auf die Zellmembran aufgesetzt. Durch die sehr kleine Austrittsöffnung der Pipette (ungefähr 1 <a href="Meter" title="Meter">µm</a>) gelingt mit großer Wahrscheinlichkeit, ein einzelnes Ionenkanalprotein zu erfassen. Gleichzeitig wird eine elektrisch dichte Verbindung zwischen dem Glasrand der Messelektrode und der Zellmembran hergestellt, so dass auftretende <a href="Leckstrom" title="Leckstrom">Leckströme</a> vernachlässigt werden können. So können sehr kleine Ströme (in der Größenordnung von 5 pA) gemessen werden. Die Elektrode dient dabei zugleich zur Vorgabe von Halte- oder Kommandospannungen als auch zur Messung der Ionenströme. Diese doppelte Aufgabe wird möglich durch den Einsatz eines mit <a href="Virtuelle_Masse_(Elektronik)" title="Virtuelle Masse (Elektronik)">virtueller Masse</a> geschalteten <a href="Operationsverst%C3%A4rker" title="Operationsverstärker">Operationsverstärkers</a> in der Messelektronik; eine zweite Elektrode mit Zellkontakt kann entfallen.

</p><p>Insgesamt stellt die Patch-Clamp-Technik hohe Anforderungen an die verwendeten Geräte und die Messelektronik (Rauscharmut, Langzeitstabilität), zugleich erfordert sie vom Experimentator ausgeprägtes Geschick im Umgang mit Gerät und biologischem Material.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Geräte_und_Materialien"><span id="Ger.C3.A4te_und_Materialien"></span>Geräte und Materialien</h2></div>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Messplatz">Messplatz</h3></div>

<p>Für Arbeiten mit der Patch-Clamp-Technik wird meist ein <i>Messplatz</i> eingerichtet, der typischerweise mit verschiedenen Geräten ausgestattet ist. Auf einem <a href="Schwingung#Linear_gedämpfte_Schwingung" title="Schwingung">schwingungsgedämpften</a> Messtisch steht ein <a href="Faraday-K%C3%A4fig" class="mw-redirect" title="Faraday-Käfig">Faraday-Käfig</a> zur elektrischen Abschirmung. Darin befindet sich ein <a href="Lichtmikroskop#Aufrechte_und_inverse_(auch:_umgekehrte)_Mikroskope" title="Lichtmikroskop">inverses Mikroskop</a> mit einem <a href="Mikromanipulator" title="Mikromanipulator">Mikromanipulator</a> zur Positionierung der Patch-Pipette. Der Pipettenhalter ist mit dem <a href="Vorverst%C3%A4rker" title="Vorverstärker">Vorverstärker</a> verbunden, der Probenhalter mit der Badelektrode. Das Signal des Vorverstärkers wird im Patch-Clamp-Verstärker verstärkt. Ein Monitor dient zur Beobachtung des Messobjektes und der Patch-Pipette durch die Mikroskop-Kamera. Meist befindet sich zur Auswertung und Aufzeichnung der elektrischen Signale noch ein <a href="Computer" title="Computer">Computer</a> sowie <a href="Datenspeicher" title="Datenspeicher">Datenspeicher</a> unmittelbar am Messplatz für die digitale Aufzeichnung. Das Verhalten der Zelle kann auch mit einem <a href="Videorekorder" title="Videorekorder">Videorekorder</a> aufgezeichnet werden.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Messelektrode_(Patch-Pipette)"><span id="Messelektrode_.28Patch-Pipette.29"></span>Messelektrode (Patch-Pipette)</h3></div>

<p>Die Messelektrode wird aus einer Glaskapillare angefertigt, die dazu unter Hitzeeinwirkung sehr dünn ausgezogen wird. Als Glasmaterial dient meist <a href="Borosilikatglas" title="Borosilikatglas">Borosilikatglas</a>; das Ausziehen kann mit geeigneten Geräten (engl. <i><span lang="en">puller</span></i>) automatisiert werden; dabei lassen sich Parameter wie Heiztemperatur und Zugspannung einstellen. Oftmals wird die Spitze der Pipette nach dem Ziehen noch <i>hitzepoliert</i>, wodurch möglichst glatte Ränder an der Spitze erzeugt werden, die die Ausbildung einer elektrisch dichten Verbindung (<i>Gigaseal</i>) zwischen Pipette und Membran begünstigen.

</p><p>Zur Elektrode wird die Pipette durch Füllen mit einer <a href="Elektrolytische_Leitf%C3%A4higkeit" title="Elektrolytische Leitfähigkeit">leitfähigen</a> Lösung, in die ein mit <a href="Silberchlorid" title="Silberchlorid">Silberchlorid</a> beschichteter <a href="Silber" title="Silber">Silberdraht</a> taucht. Die gefüllte Patch-Pipette wird in den Halter gespannt und an den dort angebrachten Vorverstärker angeschlossen, zusammen mit einer weiteren Silberdrahtelektrode, die in der Badlösung liegt. Die kurze Entfernung zwischen Messelektrode und Verstärker ist notwendig, um die Überlagerung der sehr kleinen Messströme durch äußere Störsignale auf ein Minimum zu reduzieren. Der Widerstand der mit Lösung befüllten Messelektrode beträgt typischerweise zwischen 1 und 5 <a href="Ohm" title="Ohm">MΩ</a>. Eine zusätzliche Beschichtung der Patch-Pipette mit <a href="Silikone" title="Silikone">Silikonelastomeren</a> verringert das Rauschen der Messanordnung und verhindert, dass sich ihre <a href="Elektrische_Kapazit%C3%A4t" title="Elektrische Kapazität">elektrische Kapazität</a> durch Benetzung mit der Badlösung erhöht. Dabei bleibt die Spitze bis auf etwa 50 µm frei.

</p><p>Ein Gigaseal bildet sich meist nur, wenn frisch (wenige Stunden alt) hergestellte Patch-Pipetten für die Messung verwendet werden.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading3"><h3 id="Vorbereiten_der_Zellen">Vorbereiten der Zellen</h3></div>

<p>Die äußere Zellmembran von Zellen ist selten uneingeschränkt zugänglich; für eine Patch-Clamp-Messung müssen die Zellen daher oft erst vorbereitet werden.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading4"><h4 id="Tierzellen">Tierzellen</h4></div>

<p>Tierische Zellen können <a href="Enzym" title="Enzym">enzymatisch</a> von der <a href="Basallamina" class="mw-redirect" title="Basallamina">Basallamina</a> abgelöst und von Resten des <a href="Bindegewebe" title="Bindegewebe">Bindegewebes</a> befreit werden. Dieser Schritt kann bei Zellen, die in <a href="Zellkultur" title="Zellkultur">Zellkultur</a> gewachsen sind, manchmal entfallen.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading4"><h4 id="Pflanzenzellen">Pflanzenzellen</h4></div>

<p>Pflanzliche Zellen sind von einer <a href="Zellwand" title="Zellwand">Zellwand</a> umgeben, diese wird meist durch enzymatische Verdauung mit <a href="Cellulase" class="mw-redirect" title="Cellulase">Cellulasen</a> und Hemicellulasen entfernt. Sobald die Bestandteile der Zellwand ausreichend abgebaut wurde, können die Zellen durch einfaches, leichtes Schütteln oder durch Überführen in eine hypoosmotische Lösung<sup id="cite_ref-VOGELZANG_7-0" class="reference"><a href="#cite_note-VOGELZANG-7"><span class="cite-bracket">[</span>7<span class="cite-bracket">]</span></a></sup> aus den noch vorhandenen Resten herausgelöst werden. Solche <a href="Protoplast" title="Protoplast">Protoplasten</a> (Zellen ohne Zellwand) beginnen oft unmittelbar nach der Entfernung aus dem Enzymbad wieder mit der Neubildung von Zellwandmaterial, die Messung sollte daher möglichst schnell nach dem <i>Protoplastieren</i> erfolgen.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Durchführung_der_Messung"><span id="Durchf.C3.BChrung_der_Messung"></span>Durchführung der Messung</h2></div>

<p>Die gefüllte Patch-Pipette wird in einem Mikromanipulator gespannt, an den Patch-Clamp-Verstärker angeschlossen und dann unter optischer Kontrolle (Beobachtung im Mikroskop oder auf einem daran angeschlossenen Monitor) vorsichtig auf eine intakte <a href="Zelle_(Biologie)" title="Zelle (Biologie)">Zelle</a> gedrückt. Unterhalb der Pipette, innerhalb des Durchmessers der Spitze, befindet sich ein Stück Membran – der Patch oder Membranfleck (engl. <i><span lang="en">patch</span></i> – Fleck). Anschließend wird durch leichten <a href="Unterdruck" title="Unterdruck">Unterdruck</a>, der am hinteren Ende der Pipette angelegt wird, eine starke Verbindung (Versiegelung) zwischen Membran und Pipette erzeugt. Zwischen dem Inneren der Pipette und der Außenlösung entsteht dadurch ein <a href="Elektrischer_Widerstand" title="Elektrischer Widerstand">elektrischer Widerstand</a> in der Größenordnung von mehreren <a href="Ohm_(elektrische_Einheit)" class="mw-redirect" title="Ohm (elektrische Einheit)">Gigaohm</a> (10<sup>9</sup> Ohm), der sogenannte <i>„Gigaseal“</i> (engl. <i><span lang="en">to seal</span></i> – versiegeln).

Mit der Herstellung des Gigaseals ist die sogenannte <i>Cell-Attached</i>-Konfiguration der Patch-Clamp-Technik erreicht (engl. <i><span lang="en">to attach</span></i> – anheften, befestigen an, festmachen an). Durch den hohen Widerstand des Gigaseals muss ein Strom, der durch einen Ionenkanal innerhalb des Patches fließt, auch durch den Pipetteninhalt fließen. In die Pipettenlösung taucht eine Elektrode, die an einen empfindlichen Verstärker angeschlossen ist. Dadurch ist es möglich, die Aktivität eines einzelnen <a href="Ionenkanal" title="Ionenkanal">Ionenkanals</a> in der Membran des Patches zu messen. Sowohl die Zellmembran, deren Bestandteil der Patch ist, als auch das Innere der Zelle bleiben in dieser Konfiguration intakt.

</p>

<p>Durch weiteres Anlegen von Unterdruck am Ende der Pipette oder kurze Pulse elektrischer <a href="Elektrische_Spannung" title="Elektrische Spannung">Spannung</a> an der Elektrode in der Pipette kann der Patch geöffnet werden, während der Gigaseal intakt bleibt. Zwischen dem Inneren der Pipette und dem Inneren der Zelle besteht nun eine Kontinuität, während beide gegen die Außenlösung durch den hohen Widerstand des Gigaseals isoliert sind. Diese Konfiguration der Patch-Clamp-Technik wird als <i>Whole-Cell</i>-Konfiguration bezeichnet (engl. <i><span lang="en">whole cell</span></i> – ganze Zelle). In dieser Konfiguration wird von der gesamten Zellmembran abgeleitet. Da die Pipettenlösung das Innere der Zelle füllt, muss sie in ihrer Zusammensetzung dem <a href="Cytosol" title="Cytosol">Cytosol</a> ähnlich sein. Gleichzeitig bietet diese Konfiguration die Möglichkeit, über die Pipettenlösung die Zelle von innen her zu manipulieren.

</p><p>Wenn nach Erreichen der <i>Cell-Attached</i>-Konfiguration der Patch nicht geöffnet wird, sondern die Pipette sanft von der Zelle abgezogen wird, löst sich der unter der Pipettenspitze befindliche Teil der Membran von der Zelle und verbleibt an der Pipette. Dabei weist die vormals innere Seite dieses Membranstücks nun nach außen in die Badlösung, während die vormals äußere Seite des Membranstücks sich im Inneren der Pipette befindet. Das ist die sogenannte <i>Inside-Out</i>-Konfiguration. Ähnlich wie die <i>Cell-Attached</i>-Konfiguration ermöglicht sie die Messung einzelner Ionenkanäle im Membranstück an der Pipettenspitze. Im Unterschied zu dieser jedoch kann in der <i>Inside-Out</i>-Konfiguration das Milieu an der Innenseite der Membran manipuliert werden. Füllt man die Pipette mit einer Lösung, die das extrazelluläre Milieu simuliert, kann man das Verhalten der Ionenkanäle in Abhängigkeit von der Zusammensetzung des Cytosols untersuchen. Zusätzlich gibt es die Möglichkeit der Untersuchung von Einzelionenkanälen mit Hilfe der <i>Outside-Out</i>-Konfiguration. Dabei wölbt sich das <i>patch</i> aus der Pipettenöffnung heraus und die äußere Membranseite befindet sich nun in der Badlösung. In diesem Fall kann das Milieu des extrazellulären Raumes moduliert werden, während das cytosolische Milieu erhalten bleibt.

</p><p>Es ist mit diesem Verfahren sogar möglich, die Funktion von Zellen in ihrer natürlichen

Umgebung im lebenden Organismus (<i>in vivo</i>) zu messen.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Planares_Patch-Clamp">Planares Patch-Clamp</h2></div>

<p>Planares Patch-Clamp ist eine neue Methode, die entwickelt wurde, um den <a href="Hochdurchsatz-Screening" title="Hochdurchsatz-Screening">Durchsatz</a> in der <a href="Elektrophysiologie" title="Elektrophysiologie">Elektrophysiologie</a> zu erhöhen, unter anderem um dem <a href="HERG-Kanal#Pathophysiologie" title="HERG-Kanal">wachsenden Bedarf</a> an Patch-Clamp-Messungen in der <a href="Pharmaforschung" title="Pharmaforschung">Pharmaforschung</a> erfüllen zu können.<sup id="cite_ref-8" class="reference"><a href="#cite_note-8"><span class="cite-bracket">[</span>8<span class="cite-bracket">]</span></a></sup><sup id="cite_ref-9" class="reference"><a href="#cite_note-9"><span class="cite-bracket">[</span>9<span class="cite-bracket">]</span></a></sup><sup id="cite_ref-10" class="reference"><a href="#cite_note-10"><span class="cite-bracket">[</span>10<span class="cite-bracket">]</span></a></sup><sup id="cite_ref-11" class="reference"><a href="#cite_note-11"><span class="cite-bracket">[</span>11<span class="cite-bracket">]</span></a></sup>

</p>

<p>Anstatt eine Pipette auf eine adhärente <a href="Zelle_(Biologie)" title="Zelle (Biologie)">Zelle</a> zu positionieren, wird Zell-<a href="Suspension_(Chemie)" title="Suspension (Chemie)">Suspension</a> auf einen <a href="Lab-on-a-Chip" title="Lab-on-a-Chip">Chip</a> pipettiert, in den eine <a href="Gef%C3%BCge_(Werkstoffkunde)" title="Gefüge (Werkstoffkunde)">mikrostrukturierte</a> Öffnung (Apertur) eingebracht wurde.

</p>

<p>Eine einzelne Zelle wird dann mit <a href="Unterdruck" title="Unterdruck">Unterdruck</a> auf das Loch gesaugt und eine elektrisch dichte Verbindung zwischen Zelle und <a href="Glas" title="Glas">Glas</a> ausgebildet (Gigaseal). Die <a href="Biochip" title="Biochip">Planare Geometrie</a> bietet verglichen mit dem herkömmlichen Patch-Clamp-Verfahren einige Vorteile, wie z. B. die Integration von mikrofluidischen Kanälen erlaubt automatisierte Wirkstoffzugabe, wie sie in der <a href="Pharmaforschung#Präklinische_Prüfung_neuer_Wirkstoffe" title="Pharmaforschung">Pharmaforschung</a> benötigt wird. Das System ist für <a href="Lichtmikroskop" title="Lichtmikroskop">optische</a> und <a href="Rasterkraftmikroskop" title="Rasterkraftmikroskop">rastersondenmikroskopische</a> Verfahren zugänglich. Die <a href="Perfusion" class="mw-redirect" title="Perfusion">Perfusion</a> der <a href="Intrazellularraum" title="Intrazellularraum">Intrazellulärseite</a> ist sehr viel einfacher möglich, wodurch <a href="Wirkstoff" title="Wirkstoff">Wirkstoffe</a> besser untersucht werden können, die intrazellulär wirken. Für die Durchführung der Messungen ist keine spezielle Ausbildung nötig. Nicht-adhärente Zellen (wie <a href="Erythrozyt" title="Erythrozyt">rote Blutkörperchen</a>), die sich klassisch nur sehr schwer untersuchen lassen, sind planar sehr viel einfacher zu patchen. Die Messaufbauten können miniaturisiert werden. Während ein klassischer Aufbau leicht einen halben Laborraum ausfüllen kann, lässt sich ein planarer Aufbau auch als Tischgerät realisieren.

</p><p>Den Vorteilen stehen einige Nachteile gegenüber, wie z. B. die Haftung von Zellen wie Neuronen oder Makrophagen an der Oberfläche, auf der sie kultiviert wurden. Bei der enzymatischen Ablösung muss sichergestellt werden, dass die <a href="Protease" class="mw-redirect" title="Protease">Proteasen</a> die Kanalproteine auf der Zelloberfläche nicht beeinträchtigen. Adhärente Zellen können also nicht unter streng physiologischen Bedingungen gepatcht werden. Die weiteste Verbreitung haben Planar-Patch-Systeme daher bei <a href="Transfektion" title="Transfektion">transfizierten</a> <a href="Zellkultur#Zelllinien" title="Zellkultur">Zellkulturen</a>. Da die Zellen vereinzelt werden müssen, sind keine Messungen an <a href="Gewebe_(Biologie)" title="Gewebe (Biologie)">Gewebeschnitten</a> möglich. Es muss sichergestellt werden, dass die Zellsuspension homogen ist, da die gepatchte Zelle aus dem Ensemble „blind“ ausgesucht wird. Die Zelle kann also nicht anhand ihrer Form oder eines <a href="Fluoreszenz-Mikroskop#Anwendungen" class="mw-redirect" title="Fluoreszenz-Mikroskop">fluoreszierenden Labels</a> ausgesucht werden. Trotz der weitgehenden Miniaturisierung liegen die Anschaffungskosten pro Messkanal in einem ähnlichen Bereich wie beim konventionellen Patch-Clamp. Hochparallele Systeme lohnen sich daher erst bei entsprechend hohen Durchgangszahlen.

</p>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Siehe_auch">Siehe auch</h2></div>

<ul><li><a href="Neurophysiologie" title="Neurophysiologie">Neurophysiologie</a></li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Literatur">Literatur</h2></div>

<ul><li>E. Neher, B. Sakmann: <i>Die Erforschung von Zellsignalen mit der Patch-Clamp-Technik.</i> <a rel="nofollow" class="external text" href="http://www.spektrum.de/magazin/die-erforschung-von-zellsignalen-mit-der-patch-clamp-technik/944534">Spektrum der Wissenschaft, Mai 1992, S. 48–56</a>.</li>

<li><a rel="nofollow" class="external text" href="http://nobelprize.org/nobel_prizes/medicine/laureates/1991/neher-interview.html">Erwin Neher: <i>Ion Channels For Communication Between and Within Cells.</i></a> Nobelpreisvortrag Dez. 1991. (engl., PDF)</li>

<li>B. Sakmann, E. Neher: <i>Single-Channel Recording.</i> Springer, 1995, ISBN 1-4615-7858-2.</li>

<li>M. Numberger, A. Draguhn: <i>Patch-Clamp Technik.</i> Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg 1996, ISBN 3-8274-0023-6.</li>

<li>B. Hille: <i>Ion channels in excitable membranes.</i>, 3. Ausgabe, Sunderland 2001, ISBN 0-87893-321-2.</li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Weblinks">Weblinks</h2></div>

<ul><li>D. C. Ogden: <i><a rel="nofollow" class="external text" href="http://www.utdallas.edu/%7Etres/microelectrode/me.html">Microelectrode techniques, The Plymouth workshop handbook</a>.</i> 2nd Edit. Company of Biologists, Cambridge 1994, ISBN 0-948601-49-3. (engl., PDF).</li></ul>

<div class="mw-heading mw-heading2"><h2 id="Einzelnachweise">Einzelnachweise</h2></div>

<li id="cite_note-NEHSAK76-1"><span class="mw-cite-backlink"><a href="#cite_ref-NEHSAK76_1-0">↑</a></span> <span class="reference-text">E. Neher, B. Sakmann. <i>Single-channel currents recorded from membrane of denervated frog muscle fibers.</i> In: <i><a href="Nature" title="Nature">Nature</a>.</i> 260, 1976, S. 799–801.</span>

</li>

<li id="cite_note-2"><span class="mw-cite-backlink"><a href="#cite_ref-2">↑</a></span> <span class="reference-text"><a rel="nofollow" class="external text" href="https://www.nobelprize.org/prizes/medicine/1991/summary/">Informationen</a> der <a href="Nobelpreis" title="Nobelpreis">Nobelstiftung</a> zur Preisverleihung 1991 an Erwin Neher und Bert Sakmann (englisch)</span>

</li>

<li id="cite_note-HAMILL81-3"><span class="mw-cite-backlink"><a href="#cite_ref-HAMILL81_3-0">↑</a></span> <span class="reference-text">O. P. Hamill, E. Neher, B. Sakmann, F. J. Sigworth: <i>Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recordings from cells and cell-free membrane patches.</i> In: <i><a href="Pfl%C3%BCgers_Arch" class="mw-redirect" title="Pflügers Arch">Pflügers Arch</a>.</i> 391, 1981, S. 85–100.</span>

</li>

<li id="cite_note-CURTIS79-4"><span class="mw-cite-backlink"><a href="#cite_ref-CURTIS79_4-0">↑</a></span> <span class="reference-text">K. S. Cole: <i>Mostly Membranes</i>. In: <i><a href="Annu_Rev_Physiol" class="mw-redirect" title="Annu Rev Physiol">Annu Rev Physiol</a>.</i> 41, 1979, S. 1–24.</span>

</li>

<li id="cite_note-BEAN70-5"><span class="mw-cite-backlink"><a href="#cite_ref-BEAN70_5-0">↑</a></span> <span class="reference-text">R.C. Bean, W.C. Shepherd, H. Chan, J. T. Eichler: <i>Discrete conductance fluctuations in lipid bilayer protein membranes.</i> In: <i>J. Gen. Physiol.</i> 53, 1969, S. 741–757, <a href="Digital_Object_Identifier" title="Digital Object Identifier">doi</a>:<span class="uri-handle" style="white-space:nowrap"><a rel="nofollow" class="external text" href="https://doi.org/10.1085/jgp.53.6.741">10.1085/jgp.53.6.741</a></span>.</span>

</li>

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Normdaten (Sachbegriff): <a href="Gemeinsame_Normdatei" title="Gemeinsame Normdatei">GND</a>: <span class="-print"><a rel="nofollow" class="external text" href="https://d-nb.info/gnd/4279564-3">4279564-3</a></span> | <a href="Library_of_Congress_Control_Number" title="Library of Congress Control Number">LCCN</a>: <span class="-print"><a rel="nofollow" class="external text" href="https://id.loc.gov/authorities/sh95001113">sh95001113</a></span> </div>

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